دوره 13، شماره 2 - ( پاییز و زمستان 1404 )
جلد 13 شماره 2 صفحات 129-116 |
برگشت به فهرست نسخه ها
Download citation:
BibTeX | RIS | EndNote | Medlars | ProCite | Reference Manager | RefWorks
Send citation to:
BibTeX | RIS | EndNote | Medlars | ProCite | Reference Manager | RefWorks
Send citation to:
Amirian S, Hosseini Nasr S M, Jalilvand H, Ahmadi A. (2025). Contamination Control of Leaf and Petiole Explants of Red Maple (Acer rubrum L.) in Vitro. Ecol Iran For. 13(2), 116-129. doi:10.61882/ifej.2025.528
URL: http://ifej.sanru.ac.ir/article-1-528-fa.html
URL: http://ifej.sanru.ac.ir/article-1-528-fa.html
امیریان شیدا، حسینی نصر سید محمد، جلیلوند حمید، احمدی اکرم.(1404). کنترل آلودگی ریزنمونههای برگ و دمبرگ افرای قرمز (Acer rubrum L.) در شرایط درونشیشهای بوم شناسی جنگل های ایران (علمی- پژوهشی) 13 (2) :129-116 10.61882/ifej.2025.528
1- دانشکده منابع طبیعی، دانشگاه علوم کشاورزی و منابع طبیعی ساری، ساری، ایران
2- گروه جنگلداری، دانشکده منابع طبیعی، دانشگاه علوم کشاورزی و منابع طبیعی ساری، ساری، ایران
3- بخش تحقیقات منابع طبیعی، مرکز تحقیقات کشاورزی و منابع طبیعی استان گلستان، سازمان تحقیقات، آموزش و ترویج کشاورزی، گرگان، ایران
2- گروه جنگلداری، دانشکده منابع طبیعی، دانشگاه علوم کشاورزی و منابع طبیعی ساری، ساری، ایران
3- بخش تحقیقات منابع طبیعی، مرکز تحقیقات کشاورزی و منابع طبیعی استان گلستان، سازمان تحقیقات، آموزش و ترویج کشاورزی، گرگان، ایران
چکیده: (675 مشاهده)
چکیده مبسوط
مقدمه و هدف: افرای قرمز ایستاده (Acer rubrum) بومی شمال شرق ایالات متحده آمریکا به دلایل مختلفی از جمله زیبایی برگهای رنگی، مناسب و پرکاربرد بودن برای استفاده در طراحی فضای سبز شهری، مقاومت در برابر سرما، رطوبت و تحمل خشکی و ویژگیهای اکولوژیکی و توانایی گسترده برای سازگاری با انواع مختلف خاک، یکی از گونه های وارداتی جنس افرا در ایران است. تکثیر این گونه از طریق بذر و قلمه در تولیدات با تعداد بالا دشوار است و به دلیل محدودیت ایجادشده از نظر فصل و تعداد قلمه، نتایج مطلوبی در مقیاس بالا به همراه ندارد. متاسفانه، موفقیت روش های کشت آزمایشگاهی همیشه به دلیل آلودگی میکروبی مختل می شود، در حالی که کشت بدون آلودگی یک پیشنیاز برای موفقیت بیوتکنولوژی گیاهی مبتنی بر آزمایشگاه است. از اینرو، ضدعفونی سطحی گامی حیاتی در تهیه ریزنمونه های سالم و زنده در کشت بافت است. اکثر آلودگیهای سطحی را میتوان با ضدعفونی کردن سطح با یک ماده ضدعفونی کننده مناسب از بین برد. از آنجایی که مطالعات صورت گرفته در زمینه تهیه ریزنمونههای مختلف استریل در جنس افرای قرمز بسیار اندک هستند، این مطالعه با هدف ارائه یک روش ضدعفونی بهینه جهت ریز ازدیادی گونه تجاری افرای قرمز انجام گرفت.
مواد و روش ها: ابتدا، تیمارهای مورد آزمایش از طریق مطالعات کتابخانهای و بررسی پیشینه تحقیق انتخاب شدند. سپس، منابع گیاهی مورد نیاز از اندام های بذر، برگ و دمبرگ نهالهای جوان یک تا سه ساله افرا قرمز از استان مازندران، شهرستان شهسوار تهیه شدند و مراحل پژوهش در آزمایشگاه کشت بافت مرکز تحقیقات کشاورزی و منابع طبیعی گلستان انجام گرفتند. سپس، محیط کشتها در شش تکرار از هر تیمار تهیه شدند. در مرحله بعد، ریز نمونههای مورد نیاز از پایه مادری جدا شدند و پس از حذف ریز نمونه های مخدوش یا دارای علائم قارچ زدگی، با استفاده از ظرف 500 سیسی شستشوی اولیه با استفاده از تیپول و قارچکش بنومیل 0/04 درصد انجام گرفت. سپس، آن ها به زیر هود لامینار انتقال یافتند و ادامه مراحل ضدعفونی در آنجا انجام شد. تیمارها به صورت جداگانه اعمال و ریزنمونهها پس از برش به قطعات یک سانتی متری با استفاده از پنس و اسکالپل، درون ظروف شیشه مربایی با حداقل 20 سیسی محیط کشت موردنظر کشت شدند. پس از انتقال به قفسه نوری (12 ساعت روشنایی و 12 ساعت تاریکی) در شرایط محیطی بهینه با دمای 25 درجه سانتی گراد قرارداده شدند و پس از گذشت هفت روز از کشت، میزان آلودگی آنها مورد بررسی قرار گرفت. آنالیز آماری بر پایه آزمایش فاکتوریل در قالب طرح پایه کاملا تصادفی با سه نوع ریزنمونه بود که در آن، دو نوع محیط کشت و 13 تیمار که هر تیمار در شش تکرار و در هر تکرار سه قطعه ریز نمونه کشت شد. در نهایت، دادهها با استفاده از نرمافزار SPSS آنالیز شدند.
یافتهها: منابع تغییرات مورد بررسی در آزمایش در سطح 0/01 درصد با یکدیگر اختلاف آماری داشتند. در مطاله حاضر، آلودگیهای قارچی به روش مورفولوژیکی و با چشم غیرمسلح تشخیص داده شدند که نشان داد عوامل بیماری قارچی از جنسهای Penicillium sp.، Aspergillus sp.، Cryptococcus sp.،
sp.Mucur، sp. Rhizopus، sp. Fusarium، و sp. Pythium بودند. بر اساس نتایج مقایسات میانگین، میزان رشد و گسترش قارچ در محیط کشت PDA با 83/2 درصد، آلودگی بیشتری نسبت به محیط کشت MS با 76/5 درصد نشان داد. مقایسه میزان آلودگی ریز نمونه های به کار رفته نشان داد که ریزنمونه دمبرگ با علائم آلودگی (59/6 درصد) آلودگی کمتری نسبت به برگ (8 درصد) و بذر (96/2 درصد) نشان دادند. از بین تمامی تیمارهای اعمال شده، بهترین تیمار جهت رفع آلودگی ریزنمونه های افرای قرمز جهت استفاده در ریزازدیادی افرای قرمز در ایران، استان گلستان، (یک قطره تیپول (2 دقیقه) + قارچکش بنومیل (4 گرم بر لیتر) (25 دقیقه) + الکل 75 درصد، (60 ثانیه) + هیپوکلریت سدیم 25 درصد، (15 دقیقه) + کلرید جیوه 0/1 درصد (5 دقیقه) تعیین شد.
نتیجهگیری: حفظ شرایط ضدعفونی یک پیش نیاز قطعی جدید تکثیر موفق گونه ها در شرایط آزمایشگاهی است. همچنین، در کشتبافت گونههای واراداتی و تزئینی مانند افرای قرمز که هدف ﺗﻜﺜﻴﺮ ﺗﺠﺎری ﮔﻴﺎه ﺑﺎﺷﺪ، ﻛﻨﺘـﺮل آﻟﻮدﮔﻲها و ﺗﻬﻴﻪ رﻳﺰﻧﻤﻮﻧﻪ اﺳـﺘﺮﻳﻞ به دلیل حجم بالای کار، اهمیتی دوچندان مییابد زیرا کوچک ترین آلودگی در ریز نمونه به سرعت در محیط تکثیر می شود و خسارت مالی زیادی را به همراه می آورد که غالباً جبران آن ممکن نیست. در پژوهش حاضر، اﺳﺘﻔﺎده از ﻣﻮاد ﺿﺪﻋﻔﻮﻧﻲﻛﻨﻨﺪه به صورت ترکیبی از (تیپول (2 دقیقه) + قارچکش بنومیل (4 گرم بر لیتر) (25 دقیقه) + الکل 75٪، 60 ثانیه + هیپوکلریت سدیم 25٪ (15 دقیقه) + کلرید جیوه 0/1 درصد (5 دقیقه) تاثیر بیشتری در ﻛﻨﺘﺮل آﻟﻮدﮔﻲ قارچی ریزنمونههای افرای قرمز دارد. به طور کلی، در پژوهش حاضر کاربرد هر یک از این مواد به تنهایی یا ترکیب با یک ماده دیگر اثر چشمگیری بر رفع آلودگی محیط کشت افرای قرمز ندارد. استفاده از این مواد ﻳﻜﻲ از ﻣﻬﻢﺗﺮﻳﻦ روشﻫﺎی ﻛﻨﺘﺮل آﻟﻮدﮔﻲ ﺑﺎﻛﺘﺮﻳﺎﻳﻲ و ﻗﺎرﭼﻲ در ﻛﺸﺖ درونشیشهای افرای قرمز اﺳﺖ.
مقدمه و هدف: افرای قرمز ایستاده (Acer rubrum) بومی شمال شرق ایالات متحده آمریکا به دلایل مختلفی از جمله زیبایی برگهای رنگی، مناسب و پرکاربرد بودن برای استفاده در طراحی فضای سبز شهری، مقاومت در برابر سرما، رطوبت و تحمل خشکی و ویژگیهای اکولوژیکی و توانایی گسترده برای سازگاری با انواع مختلف خاک، یکی از گونه های وارداتی جنس افرا در ایران است. تکثیر این گونه از طریق بذر و قلمه در تولیدات با تعداد بالا دشوار است و به دلیل محدودیت ایجادشده از نظر فصل و تعداد قلمه، نتایج مطلوبی در مقیاس بالا به همراه ندارد. متاسفانه، موفقیت روش های کشت آزمایشگاهی همیشه به دلیل آلودگی میکروبی مختل می شود، در حالی که کشت بدون آلودگی یک پیشنیاز برای موفقیت بیوتکنولوژی گیاهی مبتنی بر آزمایشگاه است. از اینرو، ضدعفونی سطحی گامی حیاتی در تهیه ریزنمونه های سالم و زنده در کشت بافت است. اکثر آلودگیهای سطحی را میتوان با ضدعفونی کردن سطح با یک ماده ضدعفونی کننده مناسب از بین برد. از آنجایی که مطالعات صورت گرفته در زمینه تهیه ریزنمونههای مختلف استریل در جنس افرای قرمز بسیار اندک هستند، این مطالعه با هدف ارائه یک روش ضدعفونی بهینه جهت ریز ازدیادی گونه تجاری افرای قرمز انجام گرفت.
مواد و روش ها: ابتدا، تیمارهای مورد آزمایش از طریق مطالعات کتابخانهای و بررسی پیشینه تحقیق انتخاب شدند. سپس، منابع گیاهی مورد نیاز از اندام های بذر، برگ و دمبرگ نهالهای جوان یک تا سه ساله افرا قرمز از استان مازندران، شهرستان شهسوار تهیه شدند و مراحل پژوهش در آزمایشگاه کشت بافت مرکز تحقیقات کشاورزی و منابع طبیعی گلستان انجام گرفتند. سپس، محیط کشتها در شش تکرار از هر تیمار تهیه شدند. در مرحله بعد، ریز نمونههای مورد نیاز از پایه مادری جدا شدند و پس از حذف ریز نمونه های مخدوش یا دارای علائم قارچ زدگی، با استفاده از ظرف 500 سیسی شستشوی اولیه با استفاده از تیپول و قارچکش بنومیل 0/04 درصد انجام گرفت. سپس، آن ها به زیر هود لامینار انتقال یافتند و ادامه مراحل ضدعفونی در آنجا انجام شد. تیمارها به صورت جداگانه اعمال و ریزنمونهها پس از برش به قطعات یک سانتی متری با استفاده از پنس و اسکالپل، درون ظروف شیشه مربایی با حداقل 20 سیسی محیط کشت موردنظر کشت شدند. پس از انتقال به قفسه نوری (12 ساعت روشنایی و 12 ساعت تاریکی) در شرایط محیطی بهینه با دمای 25 درجه سانتی گراد قرارداده شدند و پس از گذشت هفت روز از کشت، میزان آلودگی آنها مورد بررسی قرار گرفت. آنالیز آماری بر پایه آزمایش فاکتوریل در قالب طرح پایه کاملا تصادفی با سه نوع ریزنمونه بود که در آن، دو نوع محیط کشت و 13 تیمار که هر تیمار در شش تکرار و در هر تکرار سه قطعه ریز نمونه کشت شد. در نهایت، دادهها با استفاده از نرمافزار SPSS آنالیز شدند.
یافتهها: منابع تغییرات مورد بررسی در آزمایش در سطح 0/01 درصد با یکدیگر اختلاف آماری داشتند. در مطاله حاضر، آلودگیهای قارچی به روش مورفولوژیکی و با چشم غیرمسلح تشخیص داده شدند که نشان داد عوامل بیماری قارچی از جنسهای Penicillium sp.، Aspergillus sp.، Cryptococcus sp.،
sp.Mucur، sp. Rhizopus، sp. Fusarium، و sp. Pythium بودند. بر اساس نتایج مقایسات میانگین، میزان رشد و گسترش قارچ در محیط کشت PDA با 83/2 درصد، آلودگی بیشتری نسبت به محیط کشت MS با 76/5 درصد نشان داد. مقایسه میزان آلودگی ریز نمونه های به کار رفته نشان داد که ریزنمونه دمبرگ با علائم آلودگی (59/6 درصد) آلودگی کمتری نسبت به برگ (8 درصد) و بذر (96/2 درصد) نشان دادند. از بین تمامی تیمارهای اعمال شده، بهترین تیمار جهت رفع آلودگی ریزنمونه های افرای قرمز جهت استفاده در ریزازدیادی افرای قرمز در ایران، استان گلستان، (یک قطره تیپول (2 دقیقه) + قارچکش بنومیل (4 گرم بر لیتر) (25 دقیقه) + الکل 75 درصد، (60 ثانیه) + هیپوکلریت سدیم 25 درصد، (15 دقیقه) + کلرید جیوه 0/1 درصد (5 دقیقه) تعیین شد.
نتیجهگیری: حفظ شرایط ضدعفونی یک پیش نیاز قطعی جدید تکثیر موفق گونه ها در شرایط آزمایشگاهی است. همچنین، در کشتبافت گونههای واراداتی و تزئینی مانند افرای قرمز که هدف ﺗﻜﺜﻴﺮ ﺗﺠﺎری ﮔﻴﺎه ﺑﺎﺷﺪ، ﻛﻨﺘـﺮل آﻟﻮدﮔﻲها و ﺗﻬﻴﻪ رﻳﺰﻧﻤﻮﻧﻪ اﺳـﺘﺮﻳﻞ به دلیل حجم بالای کار، اهمیتی دوچندان مییابد زیرا کوچک ترین آلودگی در ریز نمونه به سرعت در محیط تکثیر می شود و خسارت مالی زیادی را به همراه می آورد که غالباً جبران آن ممکن نیست. در پژوهش حاضر، اﺳﺘﻔﺎده از ﻣﻮاد ﺿﺪﻋﻔﻮﻧﻲﻛﻨﻨﺪه به صورت ترکیبی از (تیپول (2 دقیقه) + قارچکش بنومیل (4 گرم بر لیتر) (25 دقیقه) + الکل 75٪، 60 ثانیه + هیپوکلریت سدیم 25٪ (15 دقیقه) + کلرید جیوه 0/1 درصد (5 دقیقه) تاثیر بیشتری در ﻛﻨﺘﺮل آﻟﻮدﮔﻲ قارچی ریزنمونههای افرای قرمز دارد. به طور کلی، در پژوهش حاضر کاربرد هر یک از این مواد به تنهایی یا ترکیب با یک ماده دیگر اثر چشمگیری بر رفع آلودگی محیط کشت افرای قرمز ندارد. استفاده از این مواد ﻳﻜﻲ از ﻣﻬﻢﺗﺮﻳﻦ روشﻫﺎی ﻛﻨﺘﺮل آﻟﻮدﮔﻲ ﺑﺎﻛﺘﺮﻳﺎﻳﻲ و ﻗﺎرﭼﻲ در ﻛﺸﺖ درونشیشهای افرای قرمز اﺳﺖ.
فهرست منابع
1. Alam, J., Alam, I., Sharmin, S. A., Rahman, M., Anisuzzaman, M., & Alam, M. F. (2010). Micropropagation and antimicrobial activity of'Operculina turpethum'(Syn.'Ipomoea turpethum'), an endangered medicinal Plant. Plant Omics, 3(2), 40-46.
2. Borhani, A., & Mousazadeh, S. (2008). Life cycle and importance of maple tar spot on Acer spp. in Mazandaran Province. Iranian Journal of Forest and Range Protection Research, 6(2), 88-97.
3. Dai, C.-w., Yan, Y.-y., Liu, Y.-m., Liu, Y.-m., Deng, Y.-w., & Yao, H.-y. (2020). The regeneration of Acer rubrum L."October Glory" through embryonic callus. BMC Plant Biology, 20, 1-11. [DOI:10.1186/s12870-020-02496-z]
4. Dane, F., & Dalgiç, Ö. (2005). The effects of fungicide benomyl (benlate) on growth and mitosis in onion (Allium cepa L.) root apical meristem. Acta Biologica Hungarica, 56, 119-128. [DOI:10.1556/ABiol.56.2005.1-2.12]
5. Ebrahimi, S., Zaker Tavallaie, F., Zarea Mehrjerdi, M., & Ghorban-zadeh, M. (2018). Optimization of Direct Regeneration of Astragalus verus in in vitro condition. Agricultural Biotechnology Journal, 10(3), 17-30.
6. Emam, M. (2018). Key solutions for the problems of forest trees micropropagation. Iran Nature, 3(1), 40-47.
7. Emoghene, B., Idu, M., Eke, C., & Asemota, O. (2020). Effects of different sterilization regimes & growth regulators on micropropagation of female date Palm (Phoenix dactylifera L.). Nigerian Journal of Biotechnology, 37(1), 159-168. [DOI:10.4314/njb.v37i1.17]
8. Fadhaladeen, L. H., Toma, R. S., Mohammed, M. A., Shaheen, A. A., & Ahmed, H. B. (2021). Response of Red Maple (Acer rubrum L.) Micropropagation to Different In Vitro Conditions. Journal of Plant Production, 12(6), 651-655. [DOI:10.21608/jpp.2021.182699]
9. Ghaffar Shahriari, A., Bagheri, A., Sharifi, A., & Moshtaghi, N. (2011). In vitro Contamination Controlling of the Rhizome Explants of Alstroemeria Plant. Journal of Horticultural Science, 25(1), 109-115. [DOI:10.22067/jhorts4.v1390i1.9756 [In Persian]]
10. Ghasemi Aghbash, F., Aghaei, A., & Ghanbari, D. (2023). Study of Nutrient Uptake Status of Tree Species in a number of parks in Tehran [Research]. Ecology of Iranian Forests, 11(21), 40-53. http://ifej.sanru.ac.ir/article-1-471-en.html [In Persian] [DOI:10.61186/ifej.11.21.40]
11. Gross, M. A. (1987). Assessment of the effects of household chemicals upon individual septic tank performances.
12. Hashim, S. N., Ghazali, S. Z., Sidik, N. J., Chia-Chay, T., & Saleh, A. (2021). Surface sterilization method for reducing contamination of Clinacanthus nutans nodal explants intended for in-vitro culture. In E3S Web of Conferences (Vol. 306, p. 01004). EDP Sciences. [DOI:10.1051/e3sconf/202130601004]
13. Hathaway, N. A., Love, S. L., & Tripepi, R. R. (2020). Micropropagation methodology for Douglas Maple (Acer glabrum var. douglasii). Native Plants Journal, 21(3), 359-364. [DOI:10.3368/npj.21.3.359]
14. Hesami, M., Daneshvar, M. H., & Yoosefzadeh-Najafabadi, M. (2018). Establishment of a protocol for in vitro seed germination and callus formation of Ficus religiosa L., an important medicinal plant. Jundishapur Journal of Natural Pharmaceutical Products, 13(4), e62682. [DOI:10.5812/jjnpp.62682]
15. Imani Rastabi, M., Hosseini Nasr, S., Ranjbar, G., & Khoshhal Sarmast, M. (2022). Somaclonal diversity in regenerated plants from stem, root and cotyledons of Caspian locust (Gleditschia capsica Desf.). Iranian Journal of Rangelands and Forests Plant Breeding and Genetic Research, 29(2), 268-281.
16. Imani Rastabi, M., Hosseini Nasr., S. M., Ranjbar, G. A., & Khoshhal Sarmast, M. (2022). In Vitro Callus Induction and Regeneration of Gleditsia caspica Desf. in Iranian glass conditions. Ecology of Iranian Forest, 9(18), 43-53. doi:10.52547/ifej.9.18.43 [In Persian] [DOI:10.52547/ifej.9.18.43]
17. Johnson, M., Wesely, E., Kavitha, M., & Uma, V. (2011). Antibacterial activity of leaves and inter-nodal callus extracts of Mentha arvensis L. Asian Pacific Journal of Tropical Medicine, 4(3), 196-200. [DOI:10.1016/S1995-7645(11)60068-0]
18. Khodaei, A., Rahnama, K., & Serailoo, M. (2009). Effects of water potential and pH on growth of Fusarium species. Journal of Agricultural Sciences and Natural Resources, 16(2), 330-332.
19. Kumar, M., Prasad, Y., Yadav, A., & Kumar, A. (2021). Effects of two different surface sterilization (Sodium Hypochlorite and Mercuric Chloride) agents under in-vitro leaf explant in Gerbera (Gerbera jamesonii Bolus). Journal of Pharmaceutical Innovation, 10, 1346-1349.
20. Li, H., Zhang, J., Yang, Y., Jia, N., Wang, C., & Sun, H. (2017). miR171 and its target gene SCL6 contribute to embryogenic callus induction and torpedo-shaped embryo formation during somatic embryogenesis in two lily species. Plant Cell, Tissue and Organ Culture (PCTOC), 130, 591-600. [DOI:10.1007/s11240-017-1249-9]
21. Lin, H., De Jeu, M., & Jacobsen, E. (1997). Direct shoot regeneration from excised leaf explants of in vitro grown seedlings of Alstroemeria L. Plant Cell Reports, 16, 770-774. [DOI:10.1007/s002990050317]
22. Majid, B., Roopa, G., Sampath, K., Kini, R., Prakash, H., Abbagani, S., Mehdi, K., & Geetha, N. (2014). Establishment of an efficient explant surface sterilization protocol for in vitro micropropagation of Salacia chinensis L., an endangered anti-diabetic medicinal plant. World Journal of Pharmacy and Pharmaceutical Sciences, 3(12), 1266-1274.
23. Mohamadzadeh Moghadam, N., & Hamidi, H. (2017). Study on the effects of medium, sterilization and hormonal treatment on micropropagation of some apple (Mallus domestica Borkh.) rootstocks. Plant Productions, 40(1), 41-54.
24. Mohammadzadeh, A., Payamnoor, V., & Kavosi, M. (2019). Evaluation type of explants and season of sampling under different disinfection treatments for the tissu culture of Buxus hyrcana Pojark. Forest Research and Development, 5(4), 527-540.
25. Naik, P., & Karihaloo, J. (2007). Micropropagation for Production of Quality. The help of Dr. KC Thakhur, Mrs. Tarvinder Kochhar and Mr. Dharminder.
26. Nasiri, M. (2008). Investigation of suitable seed germination enhancement and breaking seed dormancy treatment of Montpellier maple (Acer monospessulanum L.). Iranian Journal of Rangelands and Forests Plant Breeding and Genetic Research, 16(1), 94-105.
27. Pant, M., & Husen, A. (2022). Micropropagation in mature trees by manipulation of phase change, stress, and culture environment. In Environmental, Physiological and Chemical Controls of Adventitious Rooting in Cuttings (pp. 421-437). Academic Press. [DOI:10.1016/B978-0-323-90636-4.00002-7]
28. Razavi, S., Hosseini Nasr, S., Rostami, C. F., & Rezadoost, H. (2016). Production of Common yew (Taxus baccata L.) Seedlings by Embryo Culture Under in vitro Conditions. Journal of Wood and Forest Science and Technology, 23(1), 115-131.
29. Read, P., & Preece, J. (2014). Cloning: plants-micropropagation/tissue culture. Encyclopedia of Agriculture and Food Systems, 317-336. [DOI:10.1016/B978-0-444-52512-3.00224-2]
30. Rostami, H., Nasr, S., Kazemitabar, S. K., & Zafarian, F. (2019). Effect of provenances and culture media on seed germination of ash (Fraxinus excelsior L.) in embryo in vitro culture. Iranian Journal of Forest and Poplar Research, 27(2), 159-168. [In Persian]
31. Sen, M., Hassan, M. M., Shamima, N., Jamal, M., Mamun-Or-Rashid, A., & Dash, B. (2013). In vitro sterilization protocol for micropropagation of Achyranthes aspera L. node. International Research Journal of Biotechnology, 4(5), 89-93.
32. Sen, M. K., Jamal, M., & Nasrin, S. (2013). Sterilization factors affect seed germination and proliferation of Achyranthes aspera cultured in vitro. Environmental and Experimental Biology, 11, 119-123.
33. Son, N., Mokashi, A., Hegde, R., Patil, V., & Lingaraju, S. (2011). Response of gerbera (Gerbera jamesonii Bolus) varieties to micropropagation. Karnataka Journal of Agricultural Sciences, 24(3), 354-357.
ارسال پیام به نویسنده مسئول
| بازنشر اطلاعات | |
 |
این مقاله تحت شرایط Creative Commons Attribution-NonCommercial 4.0 International License قابل بازنشر است. |
