دوره 12، شماره 1 - ( بهار و تابستان 1403 )
جلد 12 شماره 1 صفحات 49-37 |
برگشت به فهرست نسخه ها
Download citation:
BibTeX | RIS | EndNote | Medlars | ProCite | Reference Manager | RefWorks
Send citation to:
BibTeX | RIS | EndNote | Medlars | ProCite | Reference Manager | RefWorks
Send citation to:
valizadeh M, hoseininasr S M, jalilvand H, sedbrook J. (2024). Optimization of in Vitro Cultivation Conditions of Blood Hawthorn (Crataegus atrosanguinea). Ecol Iran For. 12(1), 37-49. doi:10.61186/ifej.12.1.37
URL: http://ifej.sanru.ac.ir/article-1-507-fa.html
URL: http://ifej.sanru.ac.ir/article-1-507-fa.html
ولی زاده مرضیه، حسینی نصر سید محمد، جلیلوند حمید، سدبروک جان. بهینه‌سازی شرایط کشت درون شیشه‌ای زالزالک خونین (Crataegus atrosanguinea) بوم شناسی جنگل های ایران (علمی- پژوهشی) 1403; 12 (1) :49-37 10.61186/ifej.12.1.37
مرضیه ولی زاده* 
1، سید محمد حسینی نصر2 ، حمید جلیلوند2 ، جان سدبروک3
1، سید محمد حسینی نصر2 ، حمید جلیلوند2 ، جان سدبروک3
1- گروه علوم و مهندسی جنگل، دانشکده منابع طبیعی، دانشگاه علوم کشاورزی و منابع طبیعی ساری، ایران
2- علوم و مهندسی جنگل، دانشکده منابع طبیعی، دانشگاه علوم کشاورزی و منابع طبیعی ساری، ایران
3- گروه علوم زیستی، دانشگاه ایالت ایلینویز، ایالت متحده آمریکا
2- علوم و مهندسی جنگل، دانشکده منابع طبیعی، دانشگاه علوم کشاورزی و منابع طبیعی ساری، ایران
3- گروه علوم زیستی، دانشگاه ایالت ایلینویز، ایالت متحده آمریکا
چکیده: (837 مشاهده)
چکیده مبسوط
مقدمه و هدف: پژوهش در زمینه حفاظت از ژرم‌پلاسم گونه‌های درختی بومی و دارویی جنگل‌های شمال ایران به‌ویژه زالزالک خونین با خواص دارویی فراوان، دارای اهمیت است. تکثیر جنسی زالزالک به دلایل پوسته ضخیم و دو نوع خفتگی فیزیکی و فیزیولوژیک به‌سختی و با آپومیکسی امکان‌پذیر است و تکثیر غیرجنسی آن از راه ریشه‌دار کردن قلمه نیز با مشکلات فراوانی مواجه است. زالزالک خونین (Crataegus atrosanguinea) از خانواده Rosaceae یکی از گونه‌های با ارزش جنگل‌های شمال و غرب کشور محسوب می‌شود که بهدلیل مثمر بودن و داشتن چوب بسیار محکم و خواص دارویی متعدد دارای اهمیت فراوان است. خواص دارویی زالزالک در درمان فشار خون، تصلب شرائین و احتقان قلب، ضعف عضلات قلب و نارسایی کرونر به اثبات رسیده است. زالزالک حاوی متابولیت‌های ثانویه فراوان مانند فلاونوئیدها و پروآنتوسیانیدین و گیلکوزیدها است. بهینه‌سازی شرایط کشت درون شیشه‌ای زالزالک خونین به‌عنوان یکی از گونه‌های طبیعی ایران می‌تواند راهکار مناسبی برای تکثیر آن باشد. پژوهش حاضر با هدف کنترل آلودگی، کنترل قهوه‌ای‌شدن و القای کالوس زالزالک خونین (Crataegus atrosanguinea) در شرایط درون شیشه‌ای انجام شد. کنترل آلودگی ریزنمونه، بذر و بافت گیاهان از اهمیت بالایی برای موفقیت کشت بافت گیاهان محسوب می‌شود. از آنجا که پرآوری از ریزنمونه‌های طبیعی گیاهان برای کشت بافت در اولویت قرار دارد، معمولاً این مهم با قهوه‌ای شدن به‌ویژه برای گیاهان چوبی که دارای ساقه ضخیم و چوبی هستند با مشکلات فراوانی همراه است. تعیین نوع و غلظت تنظیم‌کننده رشد به‌عنوان یک عامل متغیر برای رشد گیاهان در شرایط درون شیشه‌ای ضروری است. بعد از اعمال تنظیم‌کننده رشد به محیط کشت، گیاه واکنش‌های مختلفی نشان خواهد داد اما یکی از راه‌های مناسب برای انتخاب مسیر صحیح باززایی گیاهان، تعیین وزن تر و خشک کالوس است که به‌طور گسترده به‌عنوان معیاری از رشد کالوس‌ها مورد اندازه‌گیری قرار میگیرد. با استفاده از وزن تر و خشک کالوس می‌توان منحنی رشد کالوس را به‌دست آورد. نتایج پژوهش‌های گذشته حاکی از دامنه وسیع تغییرات نوع و غلظت تنظیم‌کننده رشد بر کالوس‌زایی و باززایی گونه‌های مختلف جنس زالزالک است و متناسب با نوع گونه گیاهی باید نوع و غلظت خاصی از تنظیم‌کننده‌های رشد را اعمال کرد.
مواد و روش‌ها: ساقه‌های جوان و سالم زالزالک خونین از لاریجان آمل، استان مازندران، ایران با مختصات جغرافیایی '38° 58 شمالی و '10° 52 شرقی در ابتدای فصل رویش جمع‌آوری شد. ساقه‌های جمع‌آوری شده بلافاصله به آزمایشگاه کشت بافت گیاهی دانشکده منابع طبیعی در دانشگاه کشاورزی و منابع طبیعی ساری، ایران منتقل شدند. ضدعفونی ساقه‌های طبیعی زالزالک بهدلیل آلودگی سطحی و بافتی فراوان بسیار ضروری است. برای اینمنظور از ساقه‌ها ریزنمونه‌هایی به اندازه 0/5 تا یک سانتی‌متری برش داده شدند. تیمارهای کنترل آلودگی شامل HgCl2، H2O2، NaClO و AgNO3 و همچنین برای کنترل قهوه‌ای شدن ریزنمونه‌ها پنج تیمار طراحی شد. تیمارهای کنترل قهوه‌ای شدن شامل شاهد، آب روان، اسیداسکوربیک، پلی‌وینیل‌کلراید و ذغال فعال بود. به‌طور کلی محیط‌کشت از موادی شامل نمک‌های معدنی (عناصر کم مصرف و پر مصرف) به‌عنوان تأمین کننده رشد بیشینه، اسیدهای آمینه و ویتامین‌ها به‌عنوان نیتروژن، قند به‌عنوان منبع کربن و انرژی، تنظیم‌کننده‌های رشد به‌عنوان محرک رشد و ریخت‌زایی، آگار به‌عنوان جامدکننده محیط‌کشت و آب که 90 درصد محیط‌کشت را شامل می‌شود، تشکیل می‌گردد. محیط‌کشت بهکار رفته در این تحقیق MS بود که اولین بار توسط درایور و کنیاکی در سال 1984 ساخته شد و با در نظر گرفتن روش دوفوسارد1976 تهیه شد. در این پژوهش pH محیط کشت روی 5/8 تنظیم گردید. برای القای کالوس، تیمارهای IBA، NAA، 2,4-D، BAP، TDZ و Kin در سه سطح غلظت 0/1، 1 و 6 میلی‌گرم در لیتر و ترکیب 6 mgl-1 NAA+1 mgl-1 BAP و 6 mgl-1 IBA+1 mgl-1 BAP در محیط کشت MS استفاده شد. در این مطالعه ریزنمونه‌های ساقه بهصورت افقی روی محیط‌کشت قرار گرفتند. از بین تیمارهای مختلف کالوس‌زایی برای بررسی القای کالوس، درصد کالوس‌زایی، درجه کالوس‌زایی، وزن تر و خشک کالوس و مساحت سطح مقطع کالوس اندازه‌گیری شد. بهترین تیمار از طریق محاسبه مشخصه‌های مذکور به‌دست آمد و برای واکشت از آن تیمار استفاده می‌شد. به‌طور تقریبی هر 20 روز و در مجموع پنج الی شش بار واکشت انجام گرفت. بعـد از کشـت کالوس‌ها در محیـط باززایـی، ریزنمونه‌ها در اتاقک کشت و قفسه‌های سازگاری تحت تیمار 16 ساعت روشنایی و 8 ساعت تاریکی در دمای 2± 25 درجه سانتی‌گراد با رطوبت 70 درصد قرار گرفتند.
یافته‌ها: نتایج نشان داد که HgCl2 (0/5 درصد، 16 دقیقه) با میانگین 100 درصد سلامت به‌عنوان مناسب‌ترین تیمار کنترل آلودگی بود. تیمار شاهد با 98 درصد سلامت به‌عنوان مناسب‌ترین تیمار کنترل قهوه‌ای‌شدن مشاهده شد. همچنین نتایج نشان داد که نوع، غلظت و اثر متقابل نوع و غلظت تنظیم‌کننده رشد بر مشخصه‌های القای کالوس زالزالک خونین اثر معنی‌داری دارد (P<0.01). بیشترین وزن تر و خشک کالوس، درصد و درجه کالوس‌زایی و سطح مقطع کالوس در بین تیمارهای اکسین و سیتوکنین به‌ترتیب برای تیمارهای 6 میلی‌گرم در لیتر NAA و تیمار 1 میلی‌گرم در لیتر BAP مشاهده شد. همچنین نتایج نشان داد که بیشترین مقدار مشخصه‌های القای کالوس مورد مطالعه در محیط کشت حاوی ترکیب اکسین و سیتوکنین (6 mgl-1 IBA+1 mgl-1 BAP) مشاهده گردید.
نتیجه‌گیری کلی: به‌طور کلی نتایج نشان داد که در حالت عادی و بدون اعمال هیچ تیماری تا 90 درصد احتمال کنترل قهوه‌ای شدن ریزنمونه‌های سرشاخه‌های طبیعی زالزالک خونین وجود دارد. برای ضدعفونی ریزنمونه‌ها استفاده از کلرید جیوه نیمدرصد به‌مدت 16 دقیقه پیشنهاد می‌شود. ترکیب تنظیم‌کننده‌های رشد در محیط کشت برای القای کالوس زالزاک خونین بسیار مناسب ارزیابی شد. ارائه نتایج این پژوهش می‌تواند دستورالعمل آزمایشگاهی برای باززایی و پرآوری زالزالک خونین فراهم کند.
مقدمه و هدف: پژوهش در زمینه حفاظت از ژرم‌پلاسم گونه‌های درختی بومی و دارویی جنگل‌های شمال ایران به‌ویژه زالزالک خونین با خواص دارویی فراوان، دارای اهمیت است. تکثیر جنسی زالزالک به دلایل پوسته ضخیم و دو نوع خفتگی فیزیکی و فیزیولوژیک به‌سختی و با آپومیکسی امکان‌پذیر است و تکثیر غیرجنسی آن از راه ریشه‌دار کردن قلمه نیز با مشکلات فراوانی مواجه است. زالزالک خونین (Crataegus atrosanguinea) از خانواده Rosaceae یکی از گونه‌های با ارزش جنگل‌های شمال و غرب کشور محسوب می‌شود که بهدلیل مثمر بودن و داشتن چوب بسیار محکم و خواص دارویی متعدد دارای اهمیت فراوان است. خواص دارویی زالزالک در درمان فشار خون، تصلب شرائین و احتقان قلب، ضعف عضلات قلب و نارسایی کرونر به اثبات رسیده است. زالزالک حاوی متابولیت‌های ثانویه فراوان مانند فلاونوئیدها و پروآنتوسیانیدین و گیلکوزیدها است. بهینه‌سازی شرایط کشت درون شیشه‌ای زالزالک خونین به‌عنوان یکی از گونه‌های طبیعی ایران می‌تواند راهکار مناسبی برای تکثیر آن باشد. پژوهش حاضر با هدف کنترل آلودگی، کنترل قهوه‌ای‌شدن و القای کالوس زالزالک خونین (Crataegus atrosanguinea) در شرایط درون شیشه‌ای انجام شد. کنترل آلودگی ریزنمونه، بذر و بافت گیاهان از اهمیت بالایی برای موفقیت کشت بافت گیاهان محسوب می‌شود. از آنجا که پرآوری از ریزنمونه‌های طبیعی گیاهان برای کشت بافت در اولویت قرار دارد، معمولاً این مهم با قهوه‌ای شدن به‌ویژه برای گیاهان چوبی که دارای ساقه ضخیم و چوبی هستند با مشکلات فراوانی همراه است. تعیین نوع و غلظت تنظیم‌کننده رشد به‌عنوان یک عامل متغیر برای رشد گیاهان در شرایط درون شیشه‌ای ضروری است. بعد از اعمال تنظیم‌کننده رشد به محیط کشت، گیاه واکنش‌های مختلفی نشان خواهد داد اما یکی از راه‌های مناسب برای انتخاب مسیر صحیح باززایی گیاهان، تعیین وزن تر و خشک کالوس است که به‌طور گسترده به‌عنوان معیاری از رشد کالوس‌ها مورد اندازه‌گیری قرار میگیرد. با استفاده از وزن تر و خشک کالوس می‌توان منحنی رشد کالوس را به‌دست آورد. نتایج پژوهش‌های گذشته حاکی از دامنه وسیع تغییرات نوع و غلظت تنظیم‌کننده رشد بر کالوس‌زایی و باززایی گونه‌های مختلف جنس زالزالک است و متناسب با نوع گونه گیاهی باید نوع و غلظت خاصی از تنظیم‌کننده‌های رشد را اعمال کرد.
مواد و روش‌ها: ساقه‌های جوان و سالم زالزالک خونین از لاریجان آمل، استان مازندران، ایران با مختصات جغرافیایی '38° 58 شمالی و '10° 52 شرقی در ابتدای فصل رویش جمع‌آوری شد. ساقه‌های جمع‌آوری شده بلافاصله به آزمایشگاه کشت بافت گیاهی دانشکده منابع طبیعی در دانشگاه کشاورزی و منابع طبیعی ساری، ایران منتقل شدند. ضدعفونی ساقه‌های طبیعی زالزالک بهدلیل آلودگی سطحی و بافتی فراوان بسیار ضروری است. برای اینمنظور از ساقه‌ها ریزنمونه‌هایی به اندازه 0/5 تا یک سانتی‌متری برش داده شدند. تیمارهای کنترل آلودگی شامل HgCl2، H2O2، NaClO و AgNO3 و همچنین برای کنترل قهوه‌ای شدن ریزنمونه‌ها پنج تیمار طراحی شد. تیمارهای کنترل قهوه‌ای شدن شامل شاهد، آب روان، اسیداسکوربیک، پلی‌وینیل‌کلراید و ذغال فعال بود. به‌طور کلی محیط‌کشت از موادی شامل نمک‌های معدنی (عناصر کم مصرف و پر مصرف) به‌عنوان تأمین کننده رشد بیشینه، اسیدهای آمینه و ویتامین‌ها به‌عنوان نیتروژن، قند به‌عنوان منبع کربن و انرژی، تنظیم‌کننده‌های رشد به‌عنوان محرک رشد و ریخت‌زایی، آگار به‌عنوان جامدکننده محیط‌کشت و آب که 90 درصد محیط‌کشت را شامل می‌شود، تشکیل می‌گردد. محیط‌کشت بهکار رفته در این تحقیق MS بود که اولین بار توسط درایور و کنیاکی در سال 1984 ساخته شد و با در نظر گرفتن روش دوفوسارد1976 تهیه شد. در این پژوهش pH محیط کشت روی 5/8 تنظیم گردید. برای القای کالوس، تیمارهای IBA، NAA، 2,4-D، BAP، TDZ و Kin در سه سطح غلظت 0/1، 1 و 6 میلی‌گرم در لیتر و ترکیب 6 mgl-1 NAA+1 mgl-1 BAP و 6 mgl-1 IBA+1 mgl-1 BAP در محیط کشت MS استفاده شد. در این مطالعه ریزنمونه‌های ساقه بهصورت افقی روی محیط‌کشت قرار گرفتند. از بین تیمارهای مختلف کالوس‌زایی برای بررسی القای کالوس، درصد کالوس‌زایی، درجه کالوس‌زایی، وزن تر و خشک کالوس و مساحت سطح مقطع کالوس اندازه‌گیری شد. بهترین تیمار از طریق محاسبه مشخصه‌های مذکور به‌دست آمد و برای واکشت از آن تیمار استفاده می‌شد. به‌طور تقریبی هر 20 روز و در مجموع پنج الی شش بار واکشت انجام گرفت. بعـد از کشـت کالوس‌ها در محیـط باززایـی، ریزنمونه‌ها در اتاقک کشت و قفسه‌های سازگاری تحت تیمار 16 ساعت روشنایی و 8 ساعت تاریکی در دمای 2± 25 درجه سانتی‌گراد با رطوبت 70 درصد قرار گرفتند.
یافته‌ها: نتایج نشان داد که HgCl2 (0/5 درصد، 16 دقیقه) با میانگین 100 درصد سلامت به‌عنوان مناسب‌ترین تیمار کنترل آلودگی بود. تیمار شاهد با 98 درصد سلامت به‌عنوان مناسب‌ترین تیمار کنترل قهوه‌ای‌شدن مشاهده شد. همچنین نتایج نشان داد که نوع، غلظت و اثر متقابل نوع و غلظت تنظیم‌کننده رشد بر مشخصه‌های القای کالوس زالزالک خونین اثر معنی‌داری دارد (P<0.01). بیشترین وزن تر و خشک کالوس، درصد و درجه کالوس‌زایی و سطح مقطع کالوس در بین تیمارهای اکسین و سیتوکنین به‌ترتیب برای تیمارهای 6 میلی‌گرم در لیتر NAA و تیمار 1 میلی‌گرم در لیتر BAP مشاهده شد. همچنین نتایج نشان داد که بیشترین مقدار مشخصه‌های القای کالوس مورد مطالعه در محیط کشت حاوی ترکیب اکسین و سیتوکنین (6 mgl-1 IBA+1 mgl-1 BAP) مشاهده گردید.
نتیجه‌گیری کلی: به‌طور کلی نتایج نشان داد که در حالت عادی و بدون اعمال هیچ تیماری تا 90 درصد احتمال کنترل قهوه‌ای شدن ریزنمونه‌های سرشاخه‌های طبیعی زالزالک خونین وجود دارد. برای ضدعفونی ریزنمونه‌ها استفاده از کلرید جیوه نیمدرصد به‌مدت 16 دقیقه پیشنهاد می‌شود. ترکیب تنظیم‌کننده‌های رشد در محیط کشت برای القای کالوس زالزاک خونین بسیار مناسب ارزیابی شد. ارائه نتایج این پژوهش می‌تواند دستورالعمل آزمایشگاهی برای باززایی و پرآوری زالزالک خونین فراهم کند.
فهرست منابع
1. Aguda, Y. O., & Adekunle, E. A. (2020). In-vitro development of Nauclea diderrichii (de Willd. & Th. Dur) Merrin liquid-M Smedia supplemented with benzyl amino purine (BAP) and naphthalene acetic acid (NAA). Journal of Applied Sciences and Environmental Management, 24(12), 2065-2069. [DOI:10.4314/jasem.v24i12.9]
2. Al-Manasrah, W. S. (2012). In vitro propagation of Crataegus aronia L. and secondary metabolites detection. Biotechnology Master program. (Palestine Polytechnique University, Hebron, 2012) http://biotech. ppu. edu/sites/default/files/thesis/Wala% 20Shuaib% 20Al-% 20Manasrah. pdf.
3. Amiri, S., & Mohammadi, R. (2020). The effect of plant growth regulators on hawthorn (Crataegus sp.) in vitro direct regeneration and confirmation of the genetic fidelity. Plant Biosystems-An International Journal Dealing with all Aspects of Plant Biology, 154(6), 786-791. [DOI:10.1080/11263504.2019.1701116]
4. Aragão, V. P. M., Navarro, B. V., da Silva, A. T., Silveira, V., & Santa-Catarina, C. (2017). Micropropagation of Cariniana legalis (Martius) O. Kuntze, an endangered hardwood tree from the Brazilian Atlantic Forest. Plant Cell Culture & Micropropagation-ISSN 1808-9909, 13(2), 41-50.
5. Arikat, N. A., Jawad, F. M., Karam, N. S., & Shibli, R. A. (2004). Micropropagation and accumulation of essential oils in wild sage (Salvia fruticosa Mill.). Scientia Horticulturae. 100(1-4), 193-202. [DOI:10.1016/j.scienta.2003.07.006]
6. Chaâbani, G., Tabart, J., Kevers, C., Dommes, J., Khan, M. I., Zaoui, S., ... & Karray-Bouraoui, N. (2015). Effects of 2, 4-dichlorophenoxyacetic acid combined to 6-Benzylaminopurine on callus induction, total phenolic and ascorbic acid production, and antioxidant activities in leaf tissue cultures of Crataegus azarolus L. var. aronia. Acta physiologiae plantarum, 37, 1-9. [DOI:10.1007/s11738-014-1769-4]
7. Chalupa, V. (1987). Effect of benzylaminopurine and thidiazuron on in vitro shoot proliferation of Tilia cordata Mill., Sorbus aucuparia L. and Robinia pseudoacacia L. Biologia plantarum, 29(6), 425-429. [DOI:10.1007/BF02882213]
8. Debnath, M. (2008). Clonal propagation and antimicrobial activity of an endemic medicinal plant Stevia rebaudiana. Journal of medicinal plants research, 2(2), 45-51.
9. Del Monte, J. P., & Tarquis, A. M. (1997). The role of temperature in the seed germination of two species of the Solanum nigrum complex. Journal of Experimental Botany, 48(12), 2087-2093. [DOI:10.1093/jxb/48.12.2087]
10. Dinçer, D., Bekiryazıcı, F., Dündar, H., & Ögçe, H. (2023). Germination and Micropropagation of Crataegus monogyna Jacq. Seeds by Tissue Culture Method. Forest Science, 69(2), 178-186. [DOI:10.1093/forsci/fxac051]
11. Ebrahimie, E., Habashy, A. A., Mohammadie-Dehcheshmeh, M., Ghannadha, M. R., Ghareyazie, B., & Yazdi-Amadi, B. J. I. V. C. (2006). Direct shoot regeneration from mature embryo as a rapid and genotype-independent pathway in tissue culture of heterogeneous diverse sets of cumin (Cuminum cyminum L.) genotypes. In Vitro Cellular & Developmental Biology-Plant, 42, 455-460. [DOI:10.1079/IVP2006789]
12. Esna-Ashari, M. & Zokaei-Khosroshahi. M.R. (2013). Comprehensive guide to plant tissue culture.
13. Bu-Ali Sina University press, 474 pp (In Persian).
14. Gangulee, H.C., Das, K.S., Datta, C. & Kar, A.K. (1972). College botany. New Central Book Agency, 587 pp.
15. Gbadamosi, I. T., & Egunyomi, A. (2010). Micropropagation of Plumbago zeylanica L. (Plumbaginaceae) in Ibadan, Southwestern, Nigeria. Journal of Medicinal Plants Research, 4(4), 293-297.
16. Ghassemi, N., & Ghanadi, A. R. (1993). A Study on the Morphology and Phytochemlstry of Some Iranian Equisetum Species. Planta Medica, 59(S 1), A638-A638. [DOI:10.1055/s-2006-959880]
17. Hosseini-Nasr, M. (1999). In vitro regeneration of leguminous trees (Albizzia Gleditsia and Robinia). Thesis Submitted to the university of celhi for the degree of doctor of philosophy, 110 pp.
18. Huetteman, A. & Preese, E.J. (1993). Thidiazuron: a potent cytokinin for woody plant tissue culture. Plant cell tissue organ culture, 33, 105-119. [DOI:10.1007/BF01983223]
19. Iapichino, G., & Airò, M. (2007, September). Multiplication of Crataegus monogyna by in vitro culture of nodal segments. In III International Symposium on Acclimatization and Establishment of Micropropagated Plants 812 (135-140). [DOI:10.17660/ActaHortic.2009.812.13]
20. Imani, R. M., Hosseini Nasr, S. M., Ranjbar, G. A., & Khoshhal Sarmast, M. (2022). In Vitro Callus Induction and Regeneration of Gleditsia caspica Desf.
21. Kafi, M., Kamkar, B., & Mahdavi Damghani, A. (2001). Biological Seed and Yield of Grain Products (Translation. First Print. Press-Ferdowsi University of Mashhad, 232 pp.
22. Karam, N. S., Jawad, F. M., Arikat, N. A., & Shibl, R. A. (2003). Growth and rosmarinic acid accumulation in callus, cell suspension, and root cultures of wild Salvia fruticosa. Plant cell, tissue and organ culture, 73, 117-121. [DOI:10.1023/A:1022806420209]
23. Leggatt, I. V., Waites, W. M., Leifert, C., & Nicholas, J. (1987). Characterisation of micro-organisms isolated from plants during micropropagation. Bacterial and Bacteria-like Contaminants of Plant Tissue Cultures 225, 93-102. [DOI:10.17660/ActaHortic.1988.225.10]
24. Leifert, C.H.W. & Waites, M. (1990). Contaminations of plant tissue culture. Newsletter, International Association for Plant Tissue Culture. No. 60.
25. Lo, E. Y., Stefanović, S., & Dickinson, T. A. (2009). Population genetic structure of diploid sexual and polyploid apomictic hawthorns (Crataegus; Rosaceae) in the Pacific Northwest. Molecular ecology, 18(6), 1145-1160. [DOI:10.1111/j.1365-294X.2009.04091.x]
26. Maharik, N., Elgengaihi, S., & Taha, H. (2009). Anthocyanin production in callus cultures of Crataegus sinaica boiss. Int J Acad Res, 1(1), 30-34.
27. Mahdavian, M., Bouzari, N., & Abdollahi, H. (2010). Effects of culture media and growth regulators on proliferation and rooting of a vegetative mahlab rootstock (SL-64). Seed and Plant Journal, 26(1), 15-26.
28. Mahoney, J. D., Apicella, P. V., & Brand, M. H. (2018). Adventitious shoot regeneration from in vitro leaves of Aronia mitschurinii and cotyledons of closely related Pyrinae taxa. Scientia horticulturae, 237, 135-141. [DOI:10.1016/j.scienta.2018.03.062]
29. Mihaljevic, I., Dugalic, K., Tomas, V., Viljevac, M., Pranjic, A., Cmelik, Z., Puskar, B. & Jurkovic, Z. (2013). In vitro sterilization procedures for micropropagation of 'Oblacinska'sour cherry. Journal of Agricultural Sciences, Belgrade, 58(2), 117-126. [DOI:10.2298/JAS1302117M]
30. Moghimi, Z., & Safarnejad, A. (2015). Assessment of micropropagation and flavonoid content of hawthorn through tissue culture. Iranian Journal of Rangelands and Forests Plant Breeding and Genetic Research, 22(2).
31. Motaghi, M., & Mokhtari, A. (2019). The determination of optimal condition for micro propagation of Cratagus aronia under in vitro culture. Journal of Plant Research (Iranian Journal of Biology), 32(1), 205-217.
32. Ogihara, Y., & Tsunewaki, K. (1978). Tissue culture in Haworthia: I. Effects of auxins and kinetin on callus growth. The botanical magazine= Shokubutsu-gaku-zasshi, 91, 83-91. [DOI:10.1007/BF02489105]
33. O'Kennon, B., & Lance, R. (2003). Hawthorns and Medlars. Portland, Or.: Timber Press.
34. Piri, Kh., Nazarian Firouzabadi, F. & Seifi Nabiabad, H. (2018). A guide to plant tissue culture. Boali Sina University, Hamedan press, 306 pp (In Persian).
35. Radpooya, A. A. (1996). The plants food etonments. 34-38
36. Rajoriya, P., Singh, V. K., Jaiswal, N., & Lall, R. (2018). Optimizing the effect of plant growth regulators on in vitro micro propagation of Indian red banana (Musa acuminata). Journal of Pharmacognosy and Phytochemistry, 7(1S), 628-634.
37. Sakvand Soufiabadi, M. (2019). Effect of type of culture medium, explant and growth regulators on callus formation, branching and rooting of Crataegus microphylla. Master's thesis, Ferdowsi University of Mashhad, 107 pp (In Persian).
38. Salehi Sormaghi M. H. (2008). Medical plants and phytotherapy. Food world Publishe, 43(2), 178-183 (In Persian).
39. Sharifi, A., Moshtaghi, N., & Bagheri, A. R. (2010). Applied Plant Tissue Culture. Jahad-e-Daneshgahi Publication, Mashhad.
40. Siddique, I., Javed, S. B., Al-Othman, M. R., & Anis, M. (2013). Stimulation of in vitro organogenesis from epicotyl explants and successive micropropagation round in Cassia angustifolia Vahl.: an important source of sennosides. Agroforestry systems, 87, 583-590. [DOI:10.1007/s10457-012-9578-5]
41. Silva, J. D., Rashid, Z., Nhut, D. T., Sivakumar, D., Gera, A., Souza, M. T., & Tennant, P. (2007). Papaya (Carica papaya L.) biology and biotechnology. Tree and Forestry Science and Biotechnology, 1(1), 47-73.
42. Singhal, A. K., Jarald, E. E., Showkat, A., & Daud, A. (2012). In vitro evaluation of Moringa oleifera gum for colon-specific drug delivery. International journal of pharmaceutical investigation, 2(1), 48. [DOI:10.4103/2230-973X.96926]
43. Stevens, M. E., & Pijut, P. M. (2018). Rapid in vitro shoot multiplication of the recalcitrant species Juglans nigra L. In Vitro Cellular & Developmental Biology-Plant, 54, 309-317. [DOI:10.1007/s11627-018-9892-3]
44. Tafazoli, M., Hosseini Nasr, S. M., Jalilvand, H., & Tafazoli, M. (2021). Micropropagation of Chestnut (Castanea sativa Mill.) Affected by Plant Growth Regulators under In Vitro Conditions. Ecology of Iranian Forest, 9(17), 114-122. [DOI:10.52547/ifej.9.17.114]
45. Tian, L., Wang, Y., Niu, L., & Tang, D. (2008). Breeding of disease-resistant seedless grapes using Chinese wild Vitis spp.: I. In vitro embryo rescue and plant development. Scientia horticulturae, 117(2), 136-141. [DOI:10.1016/j.scienta.2008.03.024]
46. Yaacob, O., & Tindall, H. D. (1995). Mangosteen cultivation (No. 129). Food & Agriculture Org.
47. Zarnadze, N., Dolidze, K., Manjgaladze, S., Turmanidze, N., Chitanava, J., Bolkvadze, G., & Jakeli, E. (2019, September). Microclonal Propagation of Crataegus Monogyna Jacq. in Vitro. In CBU International Conference Proceedings, 7, 1020-1025. [DOI:10.12955/cbup.v7.1494]
ارسال پیام به نویسنده مسئول
| بازنشر اطلاعات | |
 |
این مقاله تحت شرایط Creative Commons Attribution-NonCommercial 4.0 International License قابل بازنشر است. |
