دوره 9، شماره 18 - ( پاییز و زمستان 1400 )                   جلد 9 شماره 18 صفحات 53-43 | برگشت به فهرست نسخه ها


XML English Abstract Print


Download citation:
BibTeX | RIS | EndNote | Medlars | ProCite | Reference Manager | RefWorks
Send citation to:

imani rasatbi M, hosseini nasr M, ranjbar G, khoshahal sarmast M. (2021). Callus Induction and Regeneration of Gleditsia caspica Desf in Iranian glass conditions. ifej. 9(18), 43-53. doi:10.52547/ifej.9.18.43
URL: http://ifej.sanru.ac.ir/article-1-388-fa.html
ایمانی راستابی مجتبی، حسینی نصر محمد، رنجبر غلامعلی، خوشحال سرمست مصطفی. القای پینه و باززایی لیلکی ایرانی (Gleditschia caspica Desf.) در شرایط درون شیشه‌ای بوم شناسی جنگل های ایران (علمی- پژوهشی) 1400; 9 (18) :53-43 10.52547/ifej.9.18.43

URL: http://ifej.sanru.ac.ir/article-1-388-fa.html


دانشگاه علوم کشاورزی و منابع طبیعی ساری
چکیده:   (2111 مشاهده)
مقدمه و هدف: لیلکی (Gleditschia caspica Desf.) یکی از گونه‌های درختی اندمیک جنگل‌های هیرکانی و جزء گونه ­های نادر در دنیا است. چرای بی­رویه، بهره­ برداری بیش از حد میوه برای تعلیف دام و عدم استقرار زادآوری در بوم ­سازگان طبیعی، لیلکی را در خطر انقراض قرار داده است. در این پژوهش، شرایط القا پینه و باززایی لیلکی ایرانی تحت تنظیم ­کننده­ های رشد مختلف مورد بررسی قرار گرفت.
مواد و روش­ها: برای این منظور، ریزنمونه­ های ساقه، هیپوکوتیل و ریشه از دانهال­ های استریل حاصل از بذر تهیه گردید. برای القای پینه از محیط کشت MS حاوی اکسین­های IBA، NAA و 2,4-D در سطوح غلظتی (0/5، 1/5، 3 و 4 میلی‌گرم بر لیتر) و سیتوکنین­ های TDZ، 2ip، BAP و Kin در غلظت­ های (1/0، 5/0 و 1 میلی‌گرم در لیتر) استفاده گردید. برای باززایی از تنظیم­ کننده­ های رشد TDZ و 2,4-D در غلظت­ های ترکیبی 0/5، 1 و 2 میلی­گرم در لیتر در محیط کشت پایه MS استفاده شد. برای ریشه ­زایی از محیط کشت نیم غلظت MS حاوی IBA با غلظت یک میلی­ گرم در لیتر استفاده شد. مشخصه‌های درصد پینه­ زایی، وزن تر و خشک، مساحت بزرگترین سطح مقطع پینه، رنگ و نوع پینه و منحنی رشد پینه­ ها مورد مقایسه قرار گرفتند. همچنین درصد پرآوری مورد بررسی قرار گرفت.
یافته­ ها: نتایج نشان داد که اثر ریزنمونه و نوع تنظیم­ کننده ­های رشد در سطح 99 درصد بر درصد پینه ­زایی دارای تفاوت معنی­ داری هستند. درصد پینه ­زایی در ریزنمونه ساقه به مراتب بیشتر از هیپوکوتیل و ریشه بود. اثر تنظیم ­کننده ­های رشد مختلف بر تمامی مشخصه ­های پینه ساقه دارای تفاوت معنی ­دار در سطح 99 درصد بود. نتایج نشان داد که در بین اکسین­ های مورد مطالعه 2,4-D بیشترین و IBA کمترین درصد پینه­ زایی را داشته است. همچنین در بین سیتوکنین­ های مورد مطالعه، Kin کمترین و TDZ بیشترین درصد پینه ­زایی را از خود نشان داد. منحنی رشد وزن تر و خشک پینه نیز نشان از بالا بودن عملکرد رشد پینه در 2,4-D نسبت به دیگر تنظیم­ کننده ­های رشد داشت. نتایج باززایی نشان داد که میانگین شاخساره­ های نابجا تشکیل شده روی پینه و تعداد شاخه در هر تک پینه به­ طور قابل توجهی تحت تأثیر ترکیبات تنظیم ­کننده ­های رشد است (P˂ 0.5).
نتیجه ­گیری: به­ طور کلی مطابق نتایج به ­دست آمده پیشنهاد می­ شود که برای باززایی غیرمستقیم لیلکی از محیط کشت MS حاوی 0/5 میلی­ گرم بر لیتر TDZ و 5/0 میلی­گرم بر لیتر 2,4-D استفاده شود.
متن کامل [PDF 1465 kb]   (720 دریافت)    
نوع مطالعه: پژوهشي | موضوع مقاله: اکولوژی جنگل
دریافت: 1399/3/12 | پذیرش: 1399/10/11 | انتشار: 1400/10/18

فهرست منابع
1. Abbas, M.S., H.M. El-Shabrawi, A.S. Soliman and M.A. Selim. 2018. Optimization of germination, callus induction, and cell suspension culture of African locust beans Parkia biglobosa (Jacq.) Benth. Journal of Genetic Engineering and Biotechnology, 16(1): 191-201. [DOI:10.1016/j.jgeb.2017.10.012]
2. Ahari Mostafavi, H., H. Fathollahi, B. Naserian, F. Majd, H. Rahimian, A. Ghanbari and M. Minbashi. 2002. Determination of the best application time of 2,4-D C-labelled herbicides and C-labelled glyphosate for translocation to root system of glycyrrhiza glabra at vegetative growth stage. Journal of Nuclear science and technology, 1(28): 29-33 (In Persian).
3. Ahmadi, E., S.M.H. Nasr and H. Jalilvand. 2013. Callus Induction and Plant Regeneration from Node Explants of Ziziphus Spina-Christi. Journal of Agricultural Engineering and Biotechnology, 1(1): 9-16. [DOI:10.18005/JAEB0101002]
4. Arikat, N.A., F.M. Jawad, N.S. Karam and R.A. Shibli. 2004. Micropropagation and accumulation of essential oils in wild sage (Salvia fruticosa Mill.). Scientia Horticulturae, 100(1-4): 193-202. [DOI:10.1016/j.scienta.2003.07.006]
5. Asadi, M. 1998. Autecology, seed germination ecophysiology and chemical analaysis of different parts of fruit in Gleditsia caspica Desf. Master Thesis, Faculty of science, University of shahid Beheshti, 133 pp (In Persian).
6. Bagheri, A., A. Sharifi and N. Moshtaghi. 2010. Applied plant tissue culture. 1sd edn, Mashhad
7. University Jihad Press, Mashhad, Iran, 480 pp (In Persian).
8. Burkhin, V. B., I.R Moleva, L.H. Filonova, V.P. Grakhov, Y.B. Blume and P.V. Bozhkov. 1996. Proliferative activity of callus cultures of Taxus baccata L. in relation to anticancer diterpenoid taxol biosynthesis. Biotechnology Letters, 18: 1309-1314. [DOI:10.1007/BF00129961]
9. Castillo, AM., B. Egana, J.M. Sanz, L. Cistue. 1998. Somatic embryogenesis and plant regeneration from barley cultivars grown in Spain. Plant Cell Rep, 17: 902-906. [DOI:10.1007/s002990050506]
10. Chalupa, V. 1987a. Effect of bezylaminopurine and thidiazuron on invitro shoot proliferation of Tilia cordata Mill., Sorbus ancuparia L. and Robinia pseudoacacia L. Biol. Plant, 29: 425-429. [DOI:10.1007/BF02882213]
11. Chee, PP. 1990. High frequency of somatic embryogenesis and recovery of fertile cucumber plants. Hort. Sci, 25: 792-793. [DOI:10.21273/HORTSCI.25.7.792]
12. Debnath, M. 2008. Clonal propagation and antimicrobial activity of an endemic medicinal plant Stevia rebaudiana. Journal of Medicinal Plants Research, 2(2): 45-51.
13. DeKlerk, G.J. 2006. Plant hormone in tissue culture. Plant Cell and Tissue Culture Phytopathology Biochemical, 17-25.
14. Del Monte, J.P. and A.M. Tarquis. 1997. The role of temperature in the seed germination of two species of the Solanum nigrum Complex. J. Exp. Bot, 48: 2087-2093. [DOI:10.1093/jxb/48.12.2087]
15. Dewan, A., K. Nanda, S.G. Gupta. 1992. In vitro micropropagation of Acacia nilotica subsp. Indica Brenen via cotyledonary nodes. Plant Cell Rep, 12: 18-21. [DOI:10.1007/BF00232415]
16. Driver, J.A. and A.H. Kuniyuki. 1984. In vitro propagation of Paradox walnut rootstock. HortScience, 19(4): 507-509. [DOI:10.21273/HORTSCI.19.4.507]
17. Ebrahimie, E., A.A. Habashi, M. Mohammadie-Dehcheshmeh, M.R. Ghannadha, B. Ghareyazie and B. Yazdi-Amadi. 2006. Direct shoot regeneration from mature embryo as a rapid and genotypeindependent pathway in tissue culture of heterogeneous diverse sets of cumin (Cuminum cyminum L.) genotypes. In Vitro Cell. Dev. Biol-plant, 42(5): 455-460. [DOI:10.1079/IVP2006789]
18. Esna-Ashari, M. and M.R. Zokaei-Khosroshahi. 2013. Comprehensive guide to plant tissue culture.
19. Bu-Ali Sina University press, 474 pp (In Persian).
20. Evans, D.E., J.O. Coleman and A. Kearns. 2003. Plant cell culture. Garland Science, 194 pp.
21. Fatima, Z., A. Mojib, S. Fatima, A. Arshi and S. Umar. 2009. Callus induction, biomass growth and regeneration in Digitalis lanata Ehrh: influence of plant growth regulators and carbohydrates. Journal of Biotechnology, 33: 1-13. [DOI:10.3906/bot-0805-21]
22. Gangulee, H.C., K.S. Das, C. Datta and A.K. Kar. 1972. College botany. New Central Book Agency
23. George, E.F. 1993. Plant propagation by tissue culture. Part 1: The technology (No. Ed. 2). Exegetics limited.
24. Ghafoori, R., F. Bernard, Sh. Abolmaali and A. Mousavi. 2012. Improve effect of gluthanine on the induction and growth of Taxus baccata L. callus. Annals of Biological Research, 3(4): 1726-1730.
25. Gibson, D.M., R.E.B. Ketcham, N.C. Vance and A.A. Christen. 1993. Initiation and growth of cell lines of Taxus brevifolia Nutt. (Pacific yew). Pant Cell Reports, 12: 479-482. [DOI:10.1007/BF00236091]
26. Gomes, F., M.L. Simoes Lopes, J.M. Canhoto. 2010. Effect of plant growth regulators and genotype on the micropropagation of adult trees of Arbutus unedo L. (strawberry). New Biotechnol, 27(6): 882-892. [DOI:10.1016/j.nbt.2010.02.009]
27. Hasandokht, M.R. and R. Ebrahimi. 2006. Basics of plant tissue culture. Marze danesh Press, 328 pp (In Persian).
28. Hosseini-nasr, S.M., O.L. Gamborg and G.C. Philips. 2015. Plant cell, tissue and organ culture.
29. Gamborg, O.L. and Philips, G.C., Ayeezh press, Tehran, 408 pp (In Persian).
30. Hojjati, Y., M. Shoor, A. Tehranifar and B. Abedi. 2018. Modification of Flower Color Pigments and Color Composition with Hormonal Treatments and Sucrose in Tulipa
31. gesneriana 'Kingsblood'. Journal of Ornamental Plants, 9(2): 73-91.
32. Huetteman, A. and E.J. Preese. 1993. Thidiazuron: a potent cytokinin for woody plant tissue culture. Plant cell tiss.org.cult, 33: 105-119. [DOI:10.1007/BF01983223]
33. Jaiswal, V.S. and P. Naryan. 1985. Regeneration of plantlets from the callus of stem segment of adult plants of Fucus religosia L. Plant Cell Reports, 4: 256-258. [DOI:10.1007/BF00269371]
34. Kafi, M., B. Kamkar and A. Mahdavi Damghani. 2001. Seed biology and grain yield, University of Ferdowsi Mashhad press, 232 pp (In Persian).
35. Kamani, M. 2015. Investigation of Micropropagation and Root Induction of Gleditsia caspica Desf. Master Thesis, Faculty of Natural Resource, Sari Agricultural Sciences and Natural Resources University, 87 pp (In Persian).
36. Khoshkhuy, M. 2011. Plant Growth: Basics and Methods. Caster, D., Davis, F. and Hartman, H.T.,
37. Dhiraz University press, 408 pp (In Persian).
38. Kumar, N., G.V. Anand, M.P. Reddy. 2011. Invitro regeneration from petiole explants of non-toxic Jatropha curcas. Industrial Crop Product, 33: 146-151. [DOI:10.1016/j.indcrop.2010.09.013]
39. Li, Y., J. GAO, S.Z. Fei. 2009. High frequency in vitro embryogenic callus induction and plant regeneration from indiangrass mature caryposis. Scientia Horticulturae, 119: 306-309. [DOI:10.1016/j.scienta.2008.07.035]
40. Mamun, A.N.K., R. Islam, M.A. Reza, OI. Joadar. 1996. In vitro differentiation of plantlet of tissue culture of Samonea saman. Plant Tissue Cult, 6: 1-5.
41. Marvi mohadjer, M.R. 2006. Silviculture. University of Tehran press, 388 pp (In Persian).
42. Mozafari, A.A., and M. Gerdakaneh. 2012. Influence of media and growth regulators on regeneration and morphological characteristics of strawberry cvs Kurdistan and Merck (Fragariaananassa Duch.). Int. J. Plant Physiol Biochem, 4(5): 99-104. [DOI:10.5897/IJPPB11.008]
43. Perez-Bermudez, P., M.J. Cornejo and J. Segura. 1983. In vitro propogaion of Digitalis obscura L. Plant Science Letters, 30: 77-82. [DOI:10.1016/0304-4211(83)90205-5]
44. Ruan, C.J., X. Zheng, J.A. da Silva, P. Qin. 2009. Callus induction and plant regeneration from embryonic axes of Kosteletzkya virginica. Scientia Horticulturae, 120: 150-155. [DOI:10.1016/j.scienta.2008.09.021]
45. Shaheen, U., E.A. Ragab, A.N. Abdalla, and A. Bader. 2018. Triterpenoidal saponins from the fruits of Gleditsia caspica with proapoptotic properties. Phytochemistry, 145(1): 168-178. [DOI:10.1016/j.phytochem.2017.11.007]
46. Sharma, S., N. Kumar, M.P. Reddy. 2011. Regeneration in Jatropha curcas: Factors affecting the efficiency of in vitro regeneration. Industrial Crops Prod, 34: 943-951. [DOI:10.1016/j.indcrop.2011.02.017]
47. Skoog, F. and C.O. Miller. 1967. Chemical regulation of growth and organ formation in plant tissue culture in vitro. Symp. Soc. Exp. Boil, 11: 118-140.
48. Soltani, N.M. 2011. The effect of the combination of somatic vegetative growth regulators on somatic regeneration of micronutrients in Gleditsia caspica Desf. Leaf glass. Master Thesis. The University of Kordestan, 92 pp (In Persian).
49. Sujatha, G. and B.R. Kumari. 2007. High-frequency shoots multiplication in Artemisia vulgaris L. using thidiazuron. Plant Biotechnology Reports, 1(3): 149-154. [DOI:10.1007/s11816-007-0028-1]
50. Vengadesan, G., A. Ganapathi, S. Amutha and N. Selvarad. 2003. High-frequency plant regeneration from cotyledon callus of Acacia sinuate Merr. In vitro Cell Dev Biol Plant, 39: 28-33. [DOI:10.1079/IVP2002370]
51. Wong, K.W. and C.S. Loh. 1987. In vitro regeneration of plantlets in Brassica alboglabra. Plant Cell, Tissue Organ Culture, 10: 143-148. [DOI:10.1007/BF00035912]
52. Xie, D. and Y. Hong. 2001. In vitro regeneration of Acasia mangiumvie. Organogenesis plants all Tiss. Org. cult, 66: 167-173. [DOI:10.1023/A:1010632619342]
53. Zarinjoei, F., M.S. Rahmani and N. Shabanian. 2014. In vitro plant regeneration from cotyledon-derived callus cultures of leguminous tree Gleditsia caspica Desf. New forests, 45(6): 829-841. [DOI:10.1007/s11056-014-9440-x]

ارسال نظر درباره این مقاله : نام کاربری یا پست الکترونیک شما:
CAPTCHA

ارسال پیام به نویسنده مسئول


بازنشر اطلاعات
Creative Commons License این مقاله تحت شرایط Creative Commons Attribution-NonCommercial 4.0 International License قابل بازنشر است.

کلیه حقوق این وب سایت متعلق به بوم‏شناسی جنگل‏های ایران می باشد.

طراحی و برنامه نویسی : یکتاوب افزار شرق

© 2024 CC BY-NC 4.0 | Ecology of Iranian Forest

Designed & Developed by : Yektaweb